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针对上述问题，南昌大学万文兵团队受天然骨“致密-多孔”分层结构启发，构建了矿化脱细胞莲茎（MDL）与负载碳酸锰的介孔聚多巴胺微球（MM@MDL3）复合支架。该支架可持续释放CO和Mn²⁺，协同促进M2巨噬细胞极化、抑制炎症，并顺利获得BMP-2/SMAD/RUNX-2通路显著诱导间充质干细胞成骨分化。大鼠颅骨缺损实验证实，MM@MDL3可显著增加新生骨体积、促进血管长入并减少破骨细胞生成，展现出修复大段骨缺损的临床转化潜力。该文章于2025年7月2日以《Bioinspired Immunomodulatory Scaffold Based on Mineralized Lotus Stalks Laden with MnCO Microspheres for Accelerated Bone Regeneration》为题发表于《Advanced Materials》上（DOI: 10.1002/adma.202502919）。

（1）空心介孔聚多巴胺药物递送系统的制备与表征

MnCO@mPDA颗粒成功构建：SEM（图1B）示mPDA多孔结构被填充；TEM与EDX（图1E）证实C、O、N外新增Mn；粒径由mPDA的255 nm增至295 nm（图1C），Zeta电位由−0.39 mV降至−22.17 mV（图1D）。FTIR在2000 cm⁻¹出现碳酸锰峰（图1F），XPS于641.4 eV处检出Mn峰（图1G）。CO释放动力学（图1H）：随时间延长，血红蛋白430 nm吸收下降，碳氧血红蛋白410 nm吸收上升。细胞相容性（图1I）：rBMSCs在0–50 μg mL⁻¹存活率>90%，50 μg mL⁻¹为最佳工作浓度；12.5–50 μg mL⁻¹陆续在5天无毒性，100 μg mL⁻¹第3天起出现显著毒性。

图1.多聚多巴胺药物递送系统的制备和表征。（A） 空心介孔聚多巴胺微球制备过程的示意图。（B） SEM/EDX 图像显示了具有和没有羰基锰负载的介孔多巴胺微球的形态，以及相应的元素组成分析。（C） 介孔聚多巴胺微球的尺寸分布曲线。（D） 锰羰基负载前后介孔聚多巴胺微球的 Zeta 电位测量。（E） 元素分布图 （TEM），显示负载的介孔聚多巴胺微球内锰的分布。（F） 聚多巴胺、羰基锰和负载羰基锰的介孔多巴胺微球 （MnCO@mPDA） 的 FTIR 光谱。（G） MnCO@mPDA 的 XPS 分析。（H） 紫外-可见吸收检测 CO 释放。（I） 与不同浓度 MnCO@mPDA 共培养 1、3 和 5 天的 BMSCs 的细胞相容性测定。p < 0.001

（2）复合脱细胞莲花茎支架的制备与表征

图2A示复合脱细胞莲茎支架制备示意；图2B为Lotus、DL、MDL、MDL-3、MM@MDL-3实物；图2C、2D显示DL已去除>95% DNA与蛋白；图2E给出DL孔隙率88.66±1.76%，矿化后降至67.33±0.88%；图2F测得大孔径2000 μm、小孔径130 μm；图2G–H证实所有支架具大孔及小管结构；图2I示纵向定向垂直通道；图2J–M示DL压应力0.49±0.02 MPa、拉应力0.20±0.05 MPa，矿化后分别升至8.54±0.36 MPa与1.24±0.03 MPa，三次冻融后分别增至12.04±0.48 MPa与1.41±0.02 MPa，MnCO@mPDA的加入使应力略再提高。

图2 功能化莲花叶柄的表征。（A）制备流程示意图；（B）各阶段实物照片；（C,D）DL脱细胞后DNA与蛋白残留量；（E,F）孔隙率及孔径；（G,H）横截面与纵向多孔通道形貌；（I）通道取向分析；（J–M）压缩与拉伸力学性能

（3）复合脱细胞莲茎支架干细胞招募实验和体外成骨实验

图3A示MM@MDL3支架内BMSCs沿纵向通道迁移，第1天聚集0–100 μm，第3天达200–400 μm，第7天深入500 μm，各深度细胞密度均高于DL、MDL、MDL3。图3B显示所有样本ALP阳性，MM@MDL3于7 d和14 d染色最深；图3C、D定量ALP活性与染色一致。图3E–G示ARS钙结节染色红色随培养加深，MM@MDL3矿化最高。RT-qPCR表明，与DL相比，MDL、MDL3、MM@MDL3在各时间点Runx2、Col I、OPN表达均上调，以MM@MDL3增幅最大。

图3 MM@MDL3对BMSC迁移与成骨分化的影响。（A）共培养1、3、7 D后BMSC垂直迁移的3D重建；（B）7 D与14 D的ALP染色；（C,D）对应ALP活性定量；（E）7 D与14 D的ARS染色；（F,G）钙结节定量

（4）复合脱细胞莲茎支架的体内成骨评价

图4A示术后4、8周Micro-CT重建及矢状面影像，MDL、MDL3、MM@MDL3组新骨覆盖率高于对照与DL；图4B–D量化显示MM@MDL3的BV/TV最高、Tb.Th最大、Tb.Sp最小。图S9A的HE染色及定量表明MM@MDL3有机骨基质最多；图4E的三色染色与定量证实其胶原基质亦最高。图4F的CD31免疫荧光显示MM@MDL3血管新生最显著。

图4 MM@MDL3对骨再生的影响。（A）术后1、2月Micro-CT重建及横截面影像；（B）BV/TV定量；（C）Tb.Sp；（D）Tb.Th；（E）Masson三色染色示胶原沉积；（F）CD31免疫组化示血管新生

（5）复合脱细胞莲茎支架的定向骨生长能力

如图5A所示，该示意图说明了功能化莲花茎用于颌骨缺陷修复的植入过程。红色箭头指示细胞迁移的方向。在对骨缺陷模型脱钙股骨的三色染色图像进行定向分析中，对照组显示再生骨中的胶原蛋白矩阵取向混乱。相比之下，DL、MDL、MDL 3和MM@MDL 3组表现出胶原蛋白矩阵的有序定向生长，垂直于骨缺陷方向（图5 B）。

图5 功能化莲花叶柄引导定向骨基质沉积。（A）长骨缺损修复示意图，红色箭头示细胞迁移方向；（B）术后4周股骨缺损区三色染色，黑色箭头示骨基质取向；（C）三色染色伪彩图示再生骨基质定向；（D）各组再生基质角度分布

（6）复合脱细胞莲茎支架的抗炎能力

图6A–C示RAW264.7细胞经MM@MDL3提取物处理后CD206↑、NOS↓，提示M2极化；图6D、E显示MM@MDL3使ROS荧光最低，自由基清除率61.87±1.63%。图6F–H示术后4周植入区CD206↑、CD86↓，MM@MDL3 M2表达最高；图6I示其M1/M2比值最低。图6J–L GO与GOBP分析均显示MM@MDL3上调适应性免疫、吞噬及趋化相关通路。

图6 MM@MDL3对炎症反应的影响。（A）RAW264.7极化示意；（B,C）CD86与CD206表达；（D,E）L929抗氧化；（F–H）缺损区M1/M2巨噬细胞；（I）M1/M2比值；（J）GO富集；（K,L）GOBP富集

（7）复合脱细胞莲茎支架的成骨机制研究

图7A–D示与对照及DL相比，MDL、MDL3、MM@MDL3组BMP2、SMAD、RUNX2荧光增强，MM@MDL3表达最高；图7E–J示术后4周MM@MDL3组C-FOS、RANKL下调，HIF-1β、P85上调，提示其经BMP2/SMAD/RUNX2促成骨，并藉PI3K/Akt/HIF-1β抑破骨。

图7 MM@MDL3对骨修复相关基因表达的影响。（A）BMP2、SMAD、RUNX2免疫荧光；（B–D）RANKL、CFOS免疫荧光；（E–G）P85、HIF-1Α免疫荧光

图8A示PCA区分MM@MDL3与对照；图8B火山图列上调3301、下调3429基因；图8C–E GO与GOBP示细胞粘附及成骨通路上调；图8F、G示血管生成、矿化、骨重塑增强；图8H网络图确认骨形态发生、成骨分化富集；图8I热图列Ctsk、Tnn、Gpnmb、Sphk1上调。

图8 MM@MDL3的RNA-SEQ分析。（A）PCA；（B）火山图；（C）细胞行为GO；（D,E）细胞粘附与骨化GOBP；（F）骨重塑GO；（G）血管生成GO；（H）CYTOSCAPE/CLUEGO网络；（I）差异基因热图